PRÁCTICA 8.                                                                                     

RECUENTO DE AEROBIOS MESOFILOS POR FILTRACIÓN

OBJETIVOS: sembrar y contar las unidades formadoras de colonias que hay en un filtro.

FUNDAMENTO: Los coliformes resisten la presencia de bilis en el medio de cultivo; cuando se desarrollan en ABRV, el ácido producido por la fermentación de la lactosa, ocasiona el vire del indicador rojo neutro y la precipitación de las sales biliares por lo que las colonias son color rojo oscuro y generalmente están rodeadas de un halo de sales biliares precipitadas, de color rojo claro o rosa. La posibilidad de contar las colonias se fundamenta en su dispersión y separación

MATERIALES Y REACTIVOS:Vaso de precipitado x2 (agua muestra, alcohol), Embudo, Probeta, Pipeta Pasteur, Matraz Kitasato, Alcohol,Placa Petri estéril,Pinzas, Mechero Bunsen, Mechero,Filtro reticulado


PROCEDIMIENTOS: Cogemos 100 ml de agua de muestra, vertimos y enrasamos en la probeta con la pipeta Pasteur.
Ahora filtramos al vacío el agua de muestra.
(Preparación para la filtración al vacío con el Kitasato): Preparamos la bomba de vacío, matraz Kitasato y mechero Bunsen (mismo procedimiento para las filtraciones). Echamos un poco de alcohol en un vaso de precipitado, agua destilada estéril en una placa Petri estéril y encendemos el mechero. Mojamos las pinzas en alcohol y flameamos rápidamente en el mechero Bunsen. Tomamos el filtro y lo metemos en agua destilada estéril, retirando el papel de filtro reticulado y colocándolo sobre el matraz. Flameamos las pinzas de nuevo y procedemos a verter la mezcla sobre el embudo del matraz y encendemos la bomba de vacío. Una vez filtrado, volvemos a flamear las pinzas y tomamos el filtro reticulado, colocándolo, con cuidado de no dejar burbujas, sobre el medio ENDO 
Ponemos fecha y nombre de práctica en la placa para identificarla, y metemos en el horno a 40ºC.

CALCULOS Y RESULTADOS: UFC/ml: no importa porque salió menos de 30.

PRÁCTICA 7.                                                                                     

RECUENTO DE SALMONELLA EN PLACA

OBJETIVO: contar la unidades formadoras de colonias que hay en un medio de cultivo en el caso de la salmonella utilizaremos el agar verde brillante.

FUNDAMENTO: Es un medio de cultivo selectivo y diferencial.
La selectividad, esta dada por la sales biliares y el verde brillante, que inhiben el desarrollo de bacterias Gram positivas, de la mayoría de los coliformes y el desarrollo invasor del Proteus spp. Es diferencial debido a la fermentación de la lactosa, y a la formación de ácido sulfhídrico a partir del tiosulfato de sodio.Los pocos microorganismos fermentadores de lactosa capaces de desarrollar, acidifican el medio haciendo virar al rojo el indicador de pH, obteniéndose colonias rosadas o rojas sobre un fondo rojizo. Salmonella, Shigella y otros microorganismos no fermentadores de lactosa, crecen bien en el medio de cultivo, y producen colonias transparentes. La producción de ácido sulfhídrico se evidencia como colonias con centro negro debido a la formación de sulfuro de hierro. 

MATERIAL Y METODOS: placa de cultivo sembrada, y un permanente para marcar los puntos de las colonias.

PROCEDIMIENTOS: cogeremos la placa sembrada de la estufa y solo se contaran aquellas placas en las que haya entre 30 y 300 colonias, ahora en el caso de que estén bien repartidas por toda la placa y sean bastantes podremos dividir la placa en dos y contar todas las de un lado, para el recuento de salmonella debemos contar aquellas que salgan rositas o incoloras sobre un fondo rosa, también podremos aprecias algunas amarillas pero estas no se contaran ya que son E.coli y no nos interesa. Una vez que tenemos contadas todas las de un lado el resultado deberemos de multiplicarlo por dos para obtener aproximadamente el total d colonias que hay en toda la placa.

CÁLCULOS Y RESULTADOS: para obtener el numero de unidades formadoras de colonias tendremos que utilizar esta formula N°de coloniasxFactor de dilución/ volumen ml

En el numero de colonias sera el que hemos obtenido de contar la placa, el factor de dilución dependerá del tubo que hemos seleccionado para sembrar y el volumen final sera aquel que hemos vertido sobre la placa con el cultivo.

PRÁCTICA 6.                                                                                     

PREPARACION DE ESCALA DE MACFARLAND 

OBJETIVO: medir las células vivas y muertas presentes en una muestra de agua.

FUNDAMENTO: En microbiología, los estándares de turbidez de McFarland se usan como referencia en suspensiones bacteriológicas para saber que el número de bacterias por mililitro, o más bien en UFC según una escala que va de 0.5 a 10. Estos estándares son creados al mezclar soluciones de cloruro de bario al 1% con ácido sulfúrico al 1% en volúmenes específicos, para asegurar la densidad correcta se puede controlar usando espectofotometros.

Los estándares pueden ser visualmente comparados con suspensiones de bacterias en salina estéril o en caldos. Si la suspensión es demasiado turbia, puede añadirse diluyente, y si no es lo suficiente turbia, se puede agregar más bacterias. La ventaja es que no es necesario incubar ni usar equipo especial para estimar el número de bacterias.La desventaja de este método es que no discrimina a las bacterias vivas de las muertas en la solución, por lo que se puede sobreestimar la población de bacterias.

Casos específicos en los que se usa es en el de antibiogramas o pruebas de sensibilidad, donde es necesario para estandarizar el método y se eviten falsos positivos o negativos.

MATERIALES Y REACTIVOS: probetas, piipetas, Barillas, peso, vidrio de reloj, espátula, matraz, tubos de ensayo, grabillas, cubetas, agua destilada, muestra de siembra en agua pectonada, agua pectonada, cloruro de bario BaCl2 0,048M y ácido sulfúrico H2SO4 0,36M, muestra de agua.

PROCEDIMIENTOS, CÁLCULOS Y RESULTADOS: Preparamos las disoluciones de cloruro de bario y de ácido sulfúrico como hemos estudiado en el trimestre anterior, midiendo la cantidad de cada sustancia y mezclándola con agua destilada. A partir de las disoluciones preparadas, procederemos a realizar los tubos que utilizaremos para medir en el espectrofotómetro

Medimos en el espectofotómetro la absorbancia de cada tubo en orden de menos concentrado a mas después de haber realizado un blanco con agua destilada, obtendremos la absorbancia de cada tubo para realizar la recta de calibrado. A continuación cogemos un tubo de agua pectinada sembrado y realizamos el blanco con solo agua pectonada, a continuación tendremos la absorbancia de nuestra muestra que sera el valor de Y.

Ahora procedemos a realizar los cálculos 

Donde xi sera el numero de células/ml  y la yi la absorbancia que hemos calculado de cada tubo.

PRÁCTICA 5.                                                                                     

TINCIÓN DE GRAM

OBJETIVO: realizar una tinción sobre las bacterias para visualizarlas con el microscopio.

FUNDAMENTO: Diferenciar mediante la tinción entre las paredes celulares de las bacterias Gram negativa y Gram negativa. Mientras que la pared celular de las bacterias Gram positivas posee una gruesa capa depeptidoglicano, además de dos clases de ácidos teicoicos, la capa de peptidoglicano de las Gram negativas es delgada, y se encuentra unida a una segunda membrana plasmática exterior (descomposición distinta a la interna) por medio de lipoproteínas. Por lo tanto, ambos tipos de bacterias se tiñen diferencialmente debido a estas diferencias constitutivas de su pared. La clave es el peptidoglicano, ya que es el material que confiere su rigidez a la pared celular bacteriana, y las Gram positivas lo poseen en mucha mayor proporción que las Gram negativas.

MATERIALES Y REACTIVOS:Cubeta de cristal,Puente de tinción, Mechero bunsen , Vaso de precipitado, Pipeta Pasteur x3, Asa de siembra, Portaobjetos , Agua destilada, Papel secante, Lugol, Acetona (30% acetona y 70% Etanol), Safranina, Cristal violeta.

PROCEDIMIENTOS: añadiremos sobre el porta objetos una gota de solución salina,en condiciones de esterilidad con una asa de siembra cogeremos bacterias de un cultivo solido y lo esparceremos sobre la gota de solución salina, dejamos secar y una vez seco pasamos 4-5 veces sobre la llama del mechero bunsen para secar bien las bacterias. A continuación colocaremos el porta objetos sobre el puente de tinción previamente colocado sobre la cubeta de cristal y con ayuda de una pipeta echaremos un par de gotas de cristal violeta sobre las bacterias y dejaremos actuar durante un minuto, ahora con agua destilada y una pipeta pasteur, enjuagaremos unas 3veces o mas hasta eliminar por completo, el cristal violeta sirve para dar color a las Gram +. Ahora repetiremos el mismo proceso con lugol que fijara el colorante a las bacterias, tras un minuto enjuagaremos con la pipeta, ahora alcohol-acetona durante unos 40 segundos y limpiamos y para terminar safranina que da color a las Gram - un minuto también y enjuagar. Eliminamos toda el agua dando golpecitos suaves sobre la mesa y dejamos que seque.
 Medidas de prevención: Nunca utilizar acetona pura porque eliminaría completamente la tinción
Usar guantes a la hora de realizar la tinción ya que los indicadores son muy fuertes y tarda en eliminarse el color de la piel.

RESULTADOS: presencia de bacilos Gram + en color negro.

MICROSCOPIO:Es un aparato de observación microscópica por transparencia el cual usamos cuando el número de aumentos que necesitamos es superior a 30.
Consta de:
• OCULAR: Es de tipo binocular y presenta diferentes aumentos en el ocular izquierdo para poder ajustarse mejor a cada persona según si necesitamos gafas o no.
• TUBO ÓPTICO: Entre el ocular y el revólver portaobjetos.
• COLUMNA: Donde se sitúan los demás objetos del microscopio, está situado sobre el píe.
• REVÓLVER PORTAOBJETOS: Es aquí donde se sitúan los objetivos de diferentes aumentos.
• OBJETIVOS: Nuestro microscopio tiene aumentos de 4 (rojo), 10 (amarillo), 40 (azul) y 100 (blanco). Para saber el número de aumentos con el que estamos viendo se multiplica el número de aumentos del ocular  por el del objetivo.
• PINZAS: Se utilizan para sujetar la muestra, ubicadas en la platina.
• PLATINA: Sobre el foco de iluminación y del diafragma, pieza rectangular con un agujero en medio por el que pasa la luz. Puede moverse vertical y horizontalmente.
• DIAFRAGMA: Entre el puente de iluminación y la platina, nos permite regular la intensidad de la luz.
• PIE: Base del microscopio

Utilización del microscopio:
Se debe empezar con el menor número de aumentos y con una luz tenue para no lastimarnos los ojos.
Colocamos sobre la platina el portaobjetos con la preparación microscópica sujetándola con las pinzas.
Los objetivos nunca deben tocar el portaobjetos.
A continuación jugamos con los tornillos macrométrico y micrométrico hasta enfocar la preparación con la máxima precisión posible.
Aceite de inmersión:
El objetivo de la lente con resolución 100 (blanco), está diseñado para ser usado con el aceite de inmersión que debe aplicarse entre la lente frontal y el cubreobjetos .
El uso de este aceite permite enfocar objetos muy pequeños como bacterias ya que evita que la luz se desvíe concentrándola hacia la muestra con la formación de una columna entre la lente y el cubreobjetos.
Una vez hemos terminado deberemos limpiar con un trapo suave la lente, apagar la luz del microscopio y desenchufarlo.

PRÁCTICA 4

PRÁCTICA 4.                                                                                     

SIEMBRA DE MICROORGANISMOS 

OBJETIVO: Sembrar en un tipo de medio especial en función de lo que queremos cultivar y de una forma u otra microorganismos para favorecer su crecimiento.

FUNDAMENTO:Sembrar es introducir una porción de muestra  en un medio adecuado, con el fin de iniciar un cultivo microbiano, para su desarrollo y multiplicación. 
Una vez sembrado, el medio de cultivo se incuba a una temperatura adecuada para el crecimiento. Las reglas fundamentales para efectuar la siembra exigen: 
Que se efectúen asépticamente,que los medios de cultivo y el instrumental a utilizar estén esterilizados, que se realicen solo los manipuleos indispensables, que se trabaje fuera de toda corriente de aire. Utilizando para ello un mechero bunsen.

MATERIAL Y REACTIVOS: tubos de ensayo, mechero bunsen, espátula de Grisalky, pipetas esterilizadas, placa petri con medio de cultivo, agua destilada estéril, muestra de agua, asa de siembra, vaso de precipitados.

PROCEDIMIENTOS: para la siembra de microorganismos en césped, utilizaremos tubos de ensayo en los que mediremos con una pipeta esterilizada 9 ml de agua destilada estéril (abriremos para extraer el agua siempre cerca del mechero bunsen para que no se pierda la condición de esterilidad) en cada tubo, a continuación cogeremos 1ml de la muestra de agua que queremos sembrar y lo mezclaremos en el tubo 1 a partir de aquí hiremos haciendo diluciones seriadas con el resto de los tubos, extrayendo de la mezcla del tubo 1, 1ml que depositaremos en el tubo 2 h así sucesivamente. Tubo 1 tendrá una dilución 10 tubo 2 100 tubo 31000 y tubo 4 10000 (esto lo utilizaremos a la hora de contar las unidades formadoras de colonias de una placa). Cogeremos 0'5ml con una micropipeta esterilizada de uno de los tubos y en condiciones de esterilidad lo verteremos con cuidado sobre una placa petri previamente cultivada y solidificada, ahora con ayuda de una espátula grisalnsky iremos esparciendo por toda la superficie hasta su completa absorción. Se dejara crecer en la estufa a las condiciones de temperatura necesarias para cada medio y durante el tiempo necesario.

Siembra de microorganismos por agotamiento:  en condiciones de esterilidad, cogeremos un asa de siembra y la quemaremos en el mechero bunse para esterilizar, a continuación introduciremos sobre una muestra de agua y la llevaremos sobre la placa petri, el inóculo se extiende sobre una pequeña zona de la placa, próxima al borde, se esteriliza el asa y se traza otra estría a partir del depósito y así sucesivamente. Esto lo utilizaremoz para obtener colonias aisladas. Tras hacer las primeras estrías y quemar el asa repetiremos la acción pasando el asa la primera y la segunda vez sobre las primeras, en la tercera parte repetiremos el mismo proceso y en la cuarta solo pasaremos una vez por encima.

Siembra en agar en tubo inclinado o bisel:  con un asa de siembra previamente esterilizada con el mechero bunsen la introducimos en la muestra de agua y  el asa de siembra en el tubo inclinado, haciendo estrías no muy amplias, pero tampoco muy estrechas. Se inicia por la parte más profunda de la superficie inclinada  y se termina la estría en la parte más cerca de la boca del tubo. Siembra por dilución: Se toma el tubo de ensayo con medio líquido, como el caldo simple. Se toma el material a diluir y se siembra en el tubo con el uso del asa cargada con el  material bacteriológico, se agita, con movimientos moderados.

CÁLCULOS Y RESULTADOS: en esta practica no necesitamos realizar ningunos cálculos y los resultados que obtengamos los veremos en el recuento de microorganismos

IMÁGENES: 

PRÁCTICA 3.                                                                                     

PREPARACIÓN DE MEDIOS DE CULTIVO

OBJETIVOS:uno de los principales objetivos de esta práctica es  el de conocer la elaboración de diferentes medios de cultivos y llevarla a cabo.

FUNDAMENTO: el medio de cultivo constituye el aporte de nutrientes indispensable para el crecimiento de los microorganismos. La composición precisa dependerá de la especie que se pretenda cultivar, porque las necesidades nutricionales varían considerablemente. Hay microorganismos muy poco exigentes que crecen bien en medios de laboratorio normales y otros mas exigentes que necesitan determinadas sustancias como vitaminas, suero o sangre para cecrer.

MATERIALES Y REACTIVOS:agua destilada, medio de cultivo. Probeta, matraz Erlenmeyer, vidrio de reloj, peso, espátula, embudo, microondas, varilla, pipeta, algodón, gasa, papel albal, autoclave, mechero bumsen, placas petri. 

PROCEDIMIENTOS: cogemos una probeta y echamos agua destilada, la cantidad indicada por el fabricante, enrasamos con la pipeta. A continuación pesamos la cantidad de nuestro medio sobre el vidrio de reloj en el peso. Vertemos sobre el agua previamente echada en el magra erlenmeyer con ayuda de un embudo, agitamos lo suficiente hasta que no queden grumos.  Una vez bien disuelto lo metemos en el microondas hasta que veamos que burbujea, sacamos agitamos y repetimos el proceso dos veces mas. Ahora vamos a colocar un tapón hecho con una bola de algodón envuelta en la gasa. Ponemos papel albal sobre el tapón metiendo antes un papelito indicando el tipo de medio que hemos preparado. Ahora ya podemos meterlo en el autoclave para esterilizarlo.
*para los medios que preparamos en tubo inclinado y tubo liquido se echan en los tubos antes de meter al autoclave. 
Una vez que a terminado sacamos y dejamos enfriar a temperatura ambiente. En el caso de tubo inclinado los apoyaremos sobre una gradilla para darles la forma. (Agar slant). 8ml
Para las placas petri, utilizaremos un mechero bumsen con el que crearemos un ambiente estéril donde trabajaremos para echar el medio del matraz erlenmeyer a las placas. Se echaran sobre unos 9ml en cada placa.
Una vez enfriados todos procederemos a guardarlos en el frigo hasta que sembremos.
TIPOS DE MEDIOS.
Agar Mackonkey : medio diferencial de bacterias fermentadoras de lactosa y de no fermentadoras. Coliformes totales. Encontramos entrep las fermentadoras de lactosa la Escherichia coli, klebsiella, enterobacter en color rojo y no fermentadoras de lactosa la salmón el la, siella, proteus en color blanco. Temperatura de conservación entre 35-37°C durante 18/48horas.
PCA: medio no selectivo en el que crece todo. E.como, staphilococcus, estreptococus , bacillus. Con una temperatura de 32-37° C y entre 24-48h.
Agua pectonada: medio de enriquecimiento no selectivo, E.como, staphilococus, pseudomonas.. En un color ámbar claro es para medios líquidos. 35-37°C 18-24H.
Endo: medio para coliformes totales, crecen Gram -, y son inhibidos los Gram +, las fermentadoras de lactosa aparecen en un color rojo como la E.coli, con un brillo rojo metálico, las no fermentadoras de lactosa como la salmonella o Shigella incoloras. 35-37°C 18/24h.
Verde brillante: medio selectivo para aislamiento de Salmonella. E como aparece amarilla sobre fondo amarillos y la salmonella rosa sobre fondo rosa. T° 35-37° 24H
Atar levine: para coliformes fecales, medio diferenciador y selectivo para aislamiento de E.coli. con un fondo de brillo verde metálico y de color negro azulado y salmón el la, shigella, proteja, incoloras. T° 35-37° 18-48H
Slanetz Barley: medio selectivo para enterococs fecales. No crece E.coli. T°44° contaremos las colonias rosas granates.
CALCULOS: una regla de tres dependiendo del medio que utilizamos siguiendo lo indicado en cada bote por el fabricante.

AUTOCLAVE : Se rellena el autoclave con agua destilada (H20) hasta cubrir los orificios que hay en la parte inferior del depósito. (Comprobar que la válvula del agua se encuentra cerrada)

2.- Se introduce el material que se quiere esterilizar en el interior de una cesta metálica perforada.

3.- Se cierra la puerta girando la manivela en la dirección de las agujas del reloj.

4.- El aparato consta de 2 válvulas que en el momento del encendido deben permanecer la del agua (drain) cerrada       y la del vapor (steam) abierta.       

5.- Se pulsa el botón de encendido (verde), y seguidamente el de start/stop en la zona del display.

6.- Al llegar a los 90-100ºC (a los 19 min aprox.) se cierra la válvula del vapor (steam). Se quedaran las 2 válvulas así: 

7.- Al llegar a los 121ºC y 1,1 atm de presión, comenzara una cuenta atrás de 20 min. Al terminar ese tiempo el autoclave pitara y podremos abrir poco a poco la válvula del vapor (stream) para que la presión vaya bajando poco a poco.

8.- La Tª y la presión comenzaran a bajar. Cuando la presión llegue a 0 y la Tª a unos 90-100ºC se gira completamente la válvula del vapor      ,ya se puede ir abriendo la puerta poco a poco para que el vapor vaya saliendo.

9.- Se saca la cesta con el material esterilizado y se abre la válvula del agua (drain) para desaguarla      . El proceso en ese momento habrá finalizado.

PRACTICA 2

PRÁTICA 2.                                                                                        

DETERMINACION DE CARBONATOS Y BICARBONATOS.

OBJETIVO: Determinar la concentración de carbonato y bicarbonato en agua de muestra.

FUNDAMENTO: En las determinaciones del método de valoración ácido-base se consideran las determinaciones de carbonatos, bicarbonatos y mezcla de carbonatos y alcalis. Para este último caso se aplica el método de titulación sucesiva donde una cantidad de sustancia se analiza en presencia de dos indicadores.

Se considera los indicadores más comunes: anaranjado de metilo y fenoltaleína.

MATERIALES Y REACTIVOS: Bureta graduada,Papel de filtro,Pipetas ,Matraces Erlenmeyer, Prepipetas Vaso de precipitado,Pipetas Pasteur, Embudo,Ácido clorhídrico 0,1 N, Fenolftaleína, Naranja de metilo, Agua de muestra, Agua destilada.

PROCEDIMIENTOS: preparamos 100ml de la muestra de agua medidos en una probeta y enrrasados con una pipeta, a continuacion con ayuda del embudo pasaremos el agua medida a un matraz erlenmeyer,preparamos el valorante que sera el ácido clorhídrico 0'1N en la bureta y enrrasamos a 0. Hechamos sobre la muestra de agua con ayuda de una pipeta tres gotas de fenolftaleina 0'1%. La muestra de agua tendrá un color rosado, ahora tenemos que empezar a dejar caer gota a gota el valor ante sobre la muestra hasta que se quede incoloro, agitamos continuamente el matraz erlenmeyerahora le añadimos de 3 a 5 gotas de naranja de metilo hasta que coja un tono amarillento. Más tarde valoraremos con el mismo ácido clorhídrico hasta que se produzca el viraje de amarillo a naranja. Cuando esto ocurra anotaremos los ml gastados.

CÁLCULOS Y RESULTADOS: Vi x Ci = Vf x Cf  Vi= 100 x 0,1 / 0,5 = 20ml

El resultado se calculará de la siguiente forma: 

60 para la primera valoración 

Para que la muestra virara de rosa a incoloro hicieron falta 1,1 ml de ácido clorhídrico, que se traduciría en que el agua tiene 66 mg/Carbonatos, es decir: 1,7 x 60 = 66 mg 

61 para la segunda valoración

Para la segunda valoración hicieron falta 3ml de ácido clorhídrico, que se traduciría en 183mg/Carbonatos que tiene el agua de muestra, es decir: 3ml x 61 =183mg 

PRACTICA 1 tercera evaluación.

PRACTICA1.                   10-03-2016.

DETERMINACIÓN DE CLORUROS.

OBJETIVO: determinar la cantidad de cloruros de una muestra de agua.

FUNDAMENTO:Este método es aplicable para la determinación de cloruros en aguas potables o superficiales, siempre que no tengan excesivo color o turbidez. Se basa en el método de Mohr. Sobre una muestra ligeramente alcalina, con pH entre 7 y 10, se añade disolución de AgNO3 valorante, y disolución indicadora K2CrO4. Los Cl- precipitan con el ión Ag+ formando un compuesto muy insoluble de color blanco. Cuando todo el producto ha precipitado, se forma el cromato de plata, de color rojo ladrillo, que es menos insoluble que el anterior y nos señala el fin de la valoración.
Ocurrirán dos reacciones:
Primera reacción:Los iones cloruros precipitan con la plata (catión de plata) dando lugar a Cloruro de plata. El precipitado dará un color blanco.
Cuando todos los cloruros hayan reaccionado con la plata, cada dos iones reaccionarán con el Cromato, volviéndose amarillo, y precipitará hasta que se gasten los cloruros.
Segunda reacción: Una vez hecho esto, sucede la segunda reacción. Seguimos echando nitrato hasta que se vuelve de color pardo rojizo.

MATERIALES Y REACTIVOS: matraz aforado de 100ml, báscula, cuchara espátula, embudo, bureta, matraz erlenmeyer, probeta, vaso de precipitados, varilla agitadora. Nitrato de plata 0'1N como valorante, cromato de potasio 10% como indicador, ácido nítrico, carbonato cálcico, muestra de agua.

PROCEDIMIENTOS: tomamos una muestra de agua en un vaso de precipitados, a continuación medimos 100ml en una probeta y vertimos en el matraz erlenmeyer, previamente limpiado con agua de nuestra propia muestra para evitar contaminación. En nuestra muestra añadimos dos gotas de de ácido nítrico puro y un poco de carbonato cálcico. Añadimos tres gotas de indicador cromato de potasio y agitamos. Limpiamos la bureta con el nitrato de plata y después enrasamos a cero y comenzamos a dejar caer gota a gota el valorante y agitando suavemente el matraz erlenmeyer hasta que el color amarillo vire a rojizo. Esa medida de valorante utilizado sera nuestro resultado, el cual multiplicaremos por 10 y por 3'55 para que nos de el resultado expresado en mg/l.

Indicador.

CÁLCULOS Y RESULTADOS:  1'7g de AgNO3 y 5g de K2CrO4. Resultado= 99'4mg/l

IMAGENES

PRÁCTICA 9.                                                              19-02-2016.

DETERMINACIÓN DE SULFATOS:

OBJETIVO: Determinar los sulfatos de una muestra de agua.

FUNDAMENTO: determinar la cantidad de sulfatos en función de la longitud de honda. Contenidos> 300 mg/l pueden ocasionar trastornos gastrointestinales en niños. Valor orientador de calidad 250mg/l y límite 400mg/l.

MATERIALES Y REACTIVOS: matraz aforado, pipeta,embudo, vaso de precipitados, peso, vidrio de reloj, espátula, tubos de ensayo,cubetas,pipeta pasteur. H2SO4 0,2N BaCl2 0,0962N, muestra de agua.

PROCEDIMIENTOS: primero preparamos las disoluciones de H2SO4 y BaCl2 . Para el ácido sulfúrico tomamos la medida con una pipeta y la vertemos en el matraz con ayuda de un embudo sobre un poco de agua destilada, a continuación continuamos llenando de agua destilada hasta enrasar en 100ml. Para la preparación del BaCl2 mediremos la cantidad necesaria sobre el peso sacándola del bote con ayuda de una espátula, pesando la sobre el vidrio de reloj. Vertemos en el matraz que llevara un poco de agua destilada y llenamos hasta 100ml. Ahora vamos  preparar los tubos patrón, seran 6 y la primera siempre va a ser solo agua destilada, le llamaremos blanco. Para los demás tubos vamos a seguir unas medidas que vienen en la tabla, en las que mezclaremos cantidades determinadas de cada disolución. Se tomaran los volúmenes con una pipeta. Preparamos la muestra problema en funcion de la tabla.Una vez preparadas las muestras patrón, utilizaremos el espectrofotómetro el cual regularemos para medir la absorbancia a 650nm. Comenzaremos la medida con el blanco para que de los demás tubos patrón a la hora de medirlos no influya el agua destilada presente en las disoluciones que hemos preparado para hacer el patrón. Siempre mediremos de menor concentración a más y siempre utilizando la misma cubeta,cogiéndola por la parte superior para no dejar marcas y que no interfiera a la hora de medirla en la maquina.En el monitor de la pantalla nos irán dando la absorbancia de cada tubo patron medido. 

CALCULOS Y RESULTADOS:  

PRÁCTICA 8.                                                              18-02-2016.

TURBIDEZ.

OBJETIVOS: calcular la turbidez de una muestra de agua.

FUNDAMENTO: Medir la determinación de la turbidez de una muestra de agua en función de la longitud de honda.

MATERIALES Y REACTIVOS: Turbidimetro, muestra de agua, vaso de precipitados, estándares.

PROCEDIMIENTOS: encendemos la máquina y dejamos que se caliente cuando aparezcan guiones ya esta lista, ahora le damos al modo calibrar, cogemos el primer estándar  de 0,1 NTU lo limpiamos con el paño, echamos sobre el una gotita de aceite y esparcimos por todo el envase con ayuda de otro paño, siempre se manejan las cubetas sujetando por la parte del tapon intentado no tocar el resto, esto lo hacemos por si estuvieran arañados o tuvieran alguna imperfección, a continuación introducimos el estandar con la rallita vertical de frente intentando que coincida con el haz de luz y una vez cerrada la tapa le damos a read y nos pedirá el siguiente estándar, de 15NTU, retiramos el primero y limpiamos con un paño. Esta acción la vamos a repetir con el estándar de 15 NTU de 100NTU y de 750NTU. Siempre antes de introducir el estándar se ha de agitar durante un minuto y dejar reposar durante otro minuto. Una vez calibrado llenamos la cubeta con agua de nuestra muestra sin pasar de la marca y repetimos todos los pasos llevados a cabo anteriormente con los estándares, el numero que nos salga sera nuestro resultado expresado en NTU (Unidades de turbidez nefelometricas) 

RESULTADOS: la muestra de agua tiene una turbidez de 44'4 NTU que son equivalentes a las FTU.

PRACTICA 7.                                                              17-02-2016.

DUREZA CÁLCICA. 

OBJETIVO: cantidad de sales de calcio que hay en el agua.

FUNDAMENTO: 

MATERIALES Y REACTIVOS: muestra de agua, disolución de NaOH 4N, murexida(indicador), Nitrato de plata 0,05N(valor ante). Vaso de precipitados, matraz erlenmeyer, varilla, pipeta pasteur, probeta, bureta, embudo, pipeta volumétrica.

PROCEDIMIENTOS: medimos la cantidad de agua que necesitamos en la probeta, en este caso 50ml que vertimos en el matraz erlenmeyer, echamos sobre la muestra 3ml de NaOH 4N medidos en una pipeta y un poco de murexida hasta obtener un color granate/rojizo, agitamos. A continuación limpiamos la bureta con el valorante y después enrasamos a cero. Colocamos el erlenmeyer y vamos a dejar que caiga gota a gota el valorante agitando suavemente hasta que el color cambie a violeta, una vez que se mantenga el color, tenemos nuestro resultado.

CÁLCULOS: Para preparar la disolución de NaOH 4N 50ml utilizaremos la formula de la normalidad: N=M.V; sustituimos y despejamos y M= 4. Ahora con la formula de la molaridad, sustituimos y despejamos y obtenemos los gramos= 8g de NaOH 4N.

Para preparar la disolución de 100ml de nitrato de plata AgNO3 0,05N. Seguimos los mismos pasos que en la disolución anterior. g= 0'85g de AgNO3.

RESULTADOS: para los 50ml de la muestra 3ml de NaOH un poco de murexida se ha necesitado 1'75ml del valorante AgNO3. 1'75mg de CaCo3.

PRACTICA 6.                                                              12-02-2016.

CONDUCTIVIDAD.

OBJETIVO: calcular el grado de conductividad que hay en una muestra de agua.

FUNDAMENTO: La conductividad es una medida de la cantidad de iones presentes en una solución y su determinación constituye un método de referencia en los análisis de calidad de aguas en multitud de industrias y aplicaciones.
Este conductímetro digital especialmente diseñado par asu uso en laboratorios, permite la determinación de la conductividad, sólidos totales disueltos (TDS) y salinidad.

MATERIALES Y REACTIVOS: conductímetro, vaso de precipitados, muestra de agua, disolución de KCL 0'0100M.

PROCEDIMIENTOS: encendemos la maquina y dejamos que se caliente, mientras tomamos agua de la muestra en un vaso de precipitados. A continuación ponemos los electrodos dentro de la disolución de KCL 0'0100M en vaso de precipitados, a continuación regulamos la temperatura a 2'5 y regulamos los microsiemens en función del bote de la disolución. En este caso pulsaremos en botón de 1999, ahora que ya tenemos eso listo tenemos que regular hasta obtener el numero del calibrado. Una vez obtenido, limpiamos los electrodos con agua destilada y secamos con papel y colocamos nuestra muestra de agua a analizar y la maquina nos dará el valor que buscamos.

RESULTADOS: 1357us.